免疫组化技术的标准化质控管理
【关键词】 免疫组织化学；病理学,临床；质控管理免疫细胞学是免疫学与细胞化学相结合的一个分支学科，它是在免疫学理论基础上利用抗原与抗体的特异性反应，在细胞或组织中定位抗原或抗体。免疫组化技术是用标记物或显色物标记的抗体检测细胞和组织内的抗原，从而达到诊断和研究疾病的目的。随着免疫组织化学技术在临床病理研究与诊断中的广泛应用，因其反应步骤多，影响因素复杂，质量控制已被越来越多的病理技术专家重视。2008年全国病理学技术进展和应用研讨会上提出将质控应用到免疫组化技术上。本文对免疫组化技术的标准化质控管理进行了探索，现介绍如下。
1 标本的固定
为了更好地保持细胞和组织原有的形态结构，防止组织自溶，必须对标本进行固定。标本固定的好坏是影响病理诊断的关键，同样也影响免疫组化的结果，所以固定是质控的首要也是关键步骤。影响标本固定主要因素有以下几点。①标本离体后固定不及时：一般离体标本要求15 min内必须固定[1]，最好是在手术室由专业的护士将离体的标本用清水冲洗干净后立即放入质量浓度40 g/L中性甲醛内，固定液的用量为标本体积的5～10倍。而目前本院手术室做不到这一点，这就要求病理技术员在接到标本后要及时固定，不能延误时间。但是在手术室和路上延误的时间不能控制。因此，呼吁临床医生应和病理科联合起来，将标本固定地点放在手术室，以使标本及时固定，减少因固定不及时而出现的诊断困难。②标本固定的时间：40 g/L中性甲醛渗透速度一般是2 mm/h，随着时间延长速度会逐渐减慢，增加浓度反而会降低渗透速度。一般手术标本用40 g/L中性甲醛固定的时间以12～24 h为佳，最长不要超过72 h；如穿刺标本可用AFF液固定2～4 h。有研究显示，用40 g/L中性甲醛固定1周后的标本，其组织抗原几乎不能被检出[1]。但是，日常工作中常常会遇到有人催发病理报告的情况，他们希望病理科的报告最好像检验科那样早晨送下午就能拿到。这种情况下只有缩短制片程序，包括固定时间，这种操作只会增加病理诊断的风险，埋下误诊的隐患。③固定液的种类及浓度不恰当：免疫组化检测常用的固定液有40 g/L中性甲醛、40 g/L钙?甲醛、40 g/L多聚甲醛磷酸缓冲液等。穿刺标本可用AFF液固定。固定液浓度过高、过低都会因组织固定差而导致组织抗原丢失或易出现非特异性背景染色，从而影响免疫组化结果。EDTA是用于骨组织脱钙的螯合剂，因在脱钙过程中对组织的破坏性小而得到广泛使用，缺点是脱钙时间太长。④标本固定时处理不当：如淋巴结组织往往因包膜没切开，影响了固定液的渗透，而使组织固定差。大标本因没切开固定，而使标本固定不匀等，都可影响免疫组化染色。我们接诊了很多低级别医院来会诊标本，都存在以上问题，因固定差而直接影响免疫组化结果及诊断。
2 切片与烤片
免疫组化检测的切片厚以3～4 μm为宜，淋巴结组织可行2 μm厚切片，太厚影响染色结果和诊断。因免疫组化反应步骤多，易出现脱片现象，需要将载玻片处理后方可使用。处理方法：先将载玻片用肥皂水洗净后，放入清洁液中浸泡12～24 h，清水冲洗2 h，蒸馏水洗5遍，体积分数0.95乙醇浸泡后，用干净的绸布擦干，再挂胶。挂胶方法有很多种，如： APES、铬矾明胶液、多聚赖氨酸等。切片裱片要完整，不能有气泡，烤片时温度不能过高，65 ℃烤30 min即可进行染色。烤片时间过短易造成脱片，温度过高或过长可破坏抗原。
3 减少或消除非特异性染色
组织中非抗原抗体反应出现的阳性染色称为非特异性背景染色。最常见的原因是蛋白吸附于高电荷的胶原和结缔组织成分上。常见的消除方法有：①在滴加第一抗体前用体积分数0.02～0.05山羊血清或牛血清封闭组织上带电荷基团，而除去与第一抗体的非特异性结合。此种方法一般用于不需抗原修复的抗体或内源性生物素较高的组织效果佳。②体积分数0.03～0.06过氧化氢法是目前最常用的方法之一，我们认为体积分数0.05过氧化氢处理10～15 min的效果较好。③洗涤过程中用高盐缓冲液冲洗切片，也是消除非特异性染色的方法之一。方法是将磷酸缓冲液中加入10 g/L的氯化钠（pH 7.4）。④稀释抗体浓度，但必须通过阳性对照来掌握稀释的最佳浓度。我们的实践证明，应用北京中杉试剂公司生产的PV?9000二步法试剂盒，可有效地避免内源性生物素造成的非特异性染色，且操作简便。4 抗原修复
免疫组化在病理学上的应用常因甲醛固定等因素影响造成抗原失活。解决因固定包埋导致抗原失活的问题有3个途径：①开发新型抗体以识别甲醛固定后的组织抗原或提高免疫组化试剂的'灵敏度；②用改良固定液取代甲醛；③挽救因甲醛固定而失活的抗原，即抗原修复。而后者因方法简单而增敏效果显著，在病理技术中得到广泛应用。抗原修复是影响染色结果的最关键因素，目前最常用的是加热煮沸法，少数用酶消化法。加热抗原修复是1991年由SHI等最先报道，其机制是通过加热打开了组织抗原因甲醛固定所引起的抗原表位的交联。修复的方法有高压法、微波法、水浴法等。英联邦免疫细胞化学室间质控组织（UK NEQAS?ICC）进行的有105家实验室参与、历时两年的研究结果显示，ER、PR染色偏弱是由于微波加热时间不足与实验中操作控制不当所致，强烈推荐使用高压抗原修复[2]。国内也有专家研究表明，目前抗原修复最突出和最顽固的问题是修复不够。各种修复方法染色强度比较，高压法>水浴法>微波法。抗原修复液常用的有枸橼酸缓冲液（pH 6.0）、EDTA缓冲液（pH 8.0～9.0）等。在2008年全国病理学技术进展和应用研讨会上周小鸽教授做了以下实验（图1）：A类抗原在任何pH条件下，修复效果都很好；B类抗原在低和高pH时，修复效果好，但在中等pH时，修复效果很差；C类抗原随着pH的增高，修复结果越来越好。如果实验室只想用1种修复液，又能兼顾3类抗原，就可选择图中3条曲线最靠近的区域所对应的pH值，此处所对应的pH为8.0～9.0。因此，他认为高pH修复液比低pH修复液更好。我们认为高压修复具有压力稳定、受热均匀、阳性检出率和阳性强度高、背景着色少等优点，对核染色阳性的抗原用pH 9.0的EDTA修复液效果较好，胞浆胞膜染色阳性的用pH 8.0的EDTA抗原修复液修复的效果较好，但如果采用pH 9.0的EDTA在高压修复时易脱片。高压修复的方法是：先将高压锅内的修复液煮沸，将切片放入高压锅内，将压力加热至最大（105 kPa）1～2 min,加热功率不要大于1 000 W。有研究表明，Ki67与P53在使用电磁炉加热时，随着功率的增强，阳性强度反而减弱。我们认为只要功率在800 W左右，不管是电磁炉还是电炉加热对免疫组化的结果影响都不大。